Maklumat

Adakah penyelesaian sukrosa autoklaf diperlukan?


Saya menggunakan larutan sukrosa 10% untuk memberi makan nyamuk makmal. Sehingga kini, saya mencampurkan sukrosa dalam air autoklaf dan menggunakannya secara langsung untuk memberi makan nyamuk. Adakah perlu autoklaf larutan sukrosa itu sendiri sebelum digunakan?


Saya tidak akan autoklaf larutan ini - sukrosa sebahagiannya akan terbahagi kepada glukosa dan fruktosa. Sebilangan gula juga akan karamel dan mewarnakan larutan itu kuning hingga coklat.

Sekiranya anda memerlukan larutan steril, saya akan mensterilkannya, walaupun ini sukar kerana kelikatan larutan gula lebih tinggi. Sekiranya anda tidak melihat kesan negatif dari penyediaan larutan segar dengan air autoklaf, saya rasa tidak perlu mengubah protokol anda.


Saya menemui protokol standard untuk yang sama di sini: http://vosshall.rockefeller.edu/assets/file/Vosshall%20Lab%20Mosquito%20Rearing%20SOP%20DEC%2012-2014.pdf

Lihat halaman no.8. Mereka mencadangkan agar autoklaf larutan sukrosa.


Cara Menyiapkan Larutan Sukrosa

Sukrosa adalah nama kimia untuk gula meja. Ia terdiri daripada gabungan glukosa dan fruktosa dan biasanya diperoleh dari tebu atau bit gula. Larutan adalah cecair, biasanya air, dengan pepejal yang dilarutkan di dalamnya. Penyelesaian sukrosa boleh digunakan sebagai pemanis, sebagai sumber tenaga oleh atlet atau sebagai penghilang rasa sakit bagi bayi baru lahir yang menjalani prosedur yang singkat dan menyakitkan, menurut pengarang makalah Januari 2013 yang diterbitkan oleh & quotCochrane Database of Systematic Review. & Quot


Prosedur

  • Letakkan bahan yang akan disterilkan di dalam ruang tekanan dan isi silinder dengan air yang mencukupi
  • Tutup penutup dan pasangkan pemanas elektrik.
  • Atur injap keselamatan ke tekanan yang diperlukan.
  • Setelah air mendidih, biarkan campuran wap dan udara keluar dari keran pembuangan sehingga semua udara tergeser
    • Ini dapat diuji dengan memasukkan campuran udara-udara yang dibebaskan dari keran pembuangan ke dalam baldi air melalui tiub getah penghubung.
    • Apabila gelembung udara berhenti masuk ke dalam ember, ini menunjukkan bahawa semua udara telah dipindahkan oleh wap.

    Kawalan pensterilan

    Autoklaf moden mempunyai alat untuk mengekalkan tekanan yang betul dan merakam suhu dalaman semasa operasi. Terlepas dari keberadaan alat seperti itu, tekanan autoklaf harus diperiksa secara berkala dan dikekalkan.

    1. Petunjuk biologi: Spora daripada Geobacillus stearothermophilus (dahulunya dipanggil Bacillus stearothermophilus) adalah petunjuk terbaik kerana tahan terhadap pengukusan. Spora mereka mati dalam 12 minit pada suhu 121 ° C. Pusat Kawalan Penyakit (CDC) mengesyorkan autoklaf mingguan budaya yang mengandungi endospora tahan panas Geobacillus stearothermophilus, untuk memeriksa prestasi autoklaf. Jalur spora dan ampul medium yang tertutup dalam botol plastik lembut boleh didapati secara komersial. Botol diletakkan di bahagian tengah bahan untuk disterilkan dan ditutup secara autoklaf. Kemudian ampul dalaman pecah, melepaskan media, dan seluruh bekas diinkubasi. Sekiranya tidak ada pertumbuhan dalam budaya autoklaf, pensterilan dianggap berkesan.
    2. Pita Autoklaf: Pita kertas yang disokong perekat dengan tanda penunjuk kimia sensitif terhadap haba yang mengubah warna atau jalur pepenjuru paparan, perkataan "steril" atau "autoklaf" apabila terkena suhu pensterilan yang berkesan (121 ° C) digunakan untuk memeriksa keberkesanan autoklaf .
      Pita ini diletakkan di dalam dan di dekat pusat bungkusan besar kerana penembusan haba di kawasan-kawasan tersebut memastikan penembusan haba yang betul (Sebagai contoh, apabila sebilangan besar daging dipanggang, permukaannya dapat dilakukan dengan baik sementara pusatnya masih tetap tidak dipanaskan, dan jika pusatnya dipanaskan secukupnya maka itu bermaksud suhu yang diinginkan tercapai). Pita autoklaf tidak boleh dipercayai sepenuhnya kerana tidak menunjukkan berapa lama keadaan yang sesuai dikekalkan.
    3. Petunjuk berguna lain adalah termokopel dan tiub Browne.Termokopel adalah alat pengukur suhu yang mencatat suhu dengan potensiometer. Tiub Browne (dicipta oleh Albert Browne pada tahun 1930) mengandungi pewarna merah sensitif panas yang bertukar menjadi hijau setelah terdedah kepada suhu tertentu untuk jangka masa yang pasti. Penukaran warna pewarna memberikan maklumat mengenai jangka masa dan suhu.

    Kegunaan Autoklaf

    1. Alat pembedahan
    2. Bekas plastik automatik
    3. Tiub plastik dan petua pipet
    4. Penyelesaian dan air
    5. Sisa biohazardous
    6. Peralatan kaca (tahan autoklaf)

    Langkah berjaga-berjaga

    Jangan autoklafkan cecair dalam bekas yang ditutup.


    PROSES PEMBERSIHAN BUDAYA SEL TANAMAN

    STERILISASI PANAS KERING:

    PEMESANAN BUNGA:

    Pensterilan AUTOCLAVE:

    PEMESANAN PENAPIS:

    Pensterilan ALCOHOL:

    PEMERINTAHAN PERMUKAAN PEMBELAJARAN:

    1. Basuh di bawah air paip yang mengalir.
    2. Dirawat dengan larutan cetavlon 1%.
    3. Bilas dengan 70% etil alkohol selama 30 saat.
    4. Dirawat dengan 0,2% klorida merkuri dengan HCL 1N selama 10-15 min.
    5. Bilas dengan 70% etil alkohol.
    6. Bilas 4-6 kali dengan air suling yang disterilkan.

    Proses pensterilan permukaan berbeza untuk pelbagai jenis tisu (Explant).


    Darah - Agar Infusi Jantung

    Heart Infusion Agar dilengkapi dengan Darah Domba yang steril. Digunakan untuk penanaman organisma cepat (spesis mikrobioma lebah lebah et al)

    1L Komponen
    44 g Agar Infusi Jantung (HIA) (jenama Difco)
    50mL Darah Domba Steril

    Air dan media autoklaf (tanpa darah) pada kitaran cecair 20 minit. Pindahkan media autoklaf ke tempat mandi air panas pada suhu 55 darjah Celsius. Biarkan menyeimbangkan selama 30 minit hingga 1 jam. Tambahkan darah 100mL (menggunakan PipetAid) dan kacau hingga sebati (bilah kacau tidak perlu, tetapi jangan goncang). Lingkaran kecil yang halus semasa botol berada di permukaan rata cukup untuk mencampurkan darah dan agar suam. Tambahkan antibiotik dan suplemen yang diperlukan (ingat isinya sekarang 1100 mL, bukan 1 L) dan tuangkan ke dalam pinggan.

    Seperti agar-agar yang lain, setelah HIA autoklaf, anda boleh membiarkannya mengeras pada suhu bilik. Setelah gelombang mikro larut, masih perlu disejukkan sebelum menambahkan darah.


    Prosedur Autoklaf

    Pakai peralatan pelindung diri:

    • Kot makmal
    • Perlindungan mata
    • Kasut kaki tertutup
    • Sarung tangan tahan panas untuk mengeluarkan barang, terutamanya barang kaca panas

    Pembungkusan dan Pemuatan

    • Hanya individu yang dilantik yang dibenarkan untuk menetapkan dan / atau mengubah parameter untuk autoklaf.
    • Sebelum menggunakan autoklaf, periksa ke dalam mana-mana item yang ditinggalkan oleh pengguna sebelumnya yang boleh mendatangkan bahaya.
    • Bersihkan saringan longkang sebelum memuatkan autoklaf.
    • Sentiasa masukkan barang ke dalam bekas sekunder.
    • Jangan terlalu banyak memuatkan atau mengemas beg. Tinggalkan ruang yang mencukupi untuk peredaran wap. Sekiranya perlu, letakkan bekas di sisinya untuk memaksimumkan penembusan wap dan mengelakkan perangkap udara.
    • Gunakan hanya beg autoklaf untuk mengemas sampah.
    • Jangan biarkan beg menyentuh dinding dalaman autoklaf untuk mengelakkan pencairan plastik.
    • Pastikan cecair yang mencukupi dibungkus dengan isi beg autoklaf jika kering.
    • Letakkan barang-barang kaca dan makmal yang kotor di dalam bekas sekunder dan letakkan autoklaf dalam kitaran pepejal. Jangan isi bekas lebih daripada 2/3 penuh dengan cecair. Longgarkan penutup atau gunakan penutup tertutup.
    • Sekiranya peralatan kaca yang bersih dan alat yang dibungkus, letakkan di dalam bekas sekunder sebelum melakukan autoklaf dalam kitaran barang yang dibungkus.
    • Untuk penahanan sekunder, gunakan dulang autoklaf yang terbuat dari polipropilena, polikarbonat atau keluli tahan karat. Dulang hendaklah mempunyai bahagian bawah dan sisi yang kukuh untuk memuatkan isi dan tumpahan tangkapan.
    • Pilih kitaran yang sesuai untuk bahan tersebut. Pemilihan kitaran yang tidak betul boleh merosakkan autoklaf, menyebabkan cecair mendidih atau botol pecah.
    • Mulakan kitaran anda dan isikan log pengguna autoklaf. Kitaran yang diselesaikan biasanya mengambil masa antara 1 hingga 1.5 jam.
    • Periksa tolok tekanan ruang / jaket untuk tekanan minimum 20 paun per inci persegi (psi).
    • Tutup dan kunci pintu.
    • Periksa suhu untuk 250⁰F (121⁰C) setiap beban.
    • Jangan cuba membuka pintu semasa autoklaf beroperasi.

    Memunggah

    • Pastikan kitaran telah selesai dan kedua-dua suhu dan tekanan telah kembali ke julat yang selamat.
    • Pakai PPE yang dinyatakan di atas, ditambah apron dan pelindung muka jika mengeluarkan cecair. Berdiri dari pintu sebagai langkah berjaga-jaga dan buka pintu dengan berhati-hati tidak lebih dari 1 inci. Ini akan mengeluarkan sisa wap dan membiarkan tekanan dalam cecair dan bekas menormalkan.
    • Biarkan beban autoklaf berdiri selama 10 minit di ruang. Ini akan membolehkan wap membersihkan udara dan terperangkap untuk melepaskan diri dari cecair panas, mengurangkan risiko kepada pengendali.
    • Jangan menggegarkan bekas cecair yang dipanaskan super atau keluarkan penutup sebelum melepaskannya.
    • Letakkan cecair di kawasan yang jelas menunjukkan barang-barang itu "panas" sehingga barang-barang sejuk hingga suhu bilik.
    • Biarkan bahan autoklaf sejuk ke suhu bilik sebelum diangkut. Jangan sekali-kali mengangkut bahan yang terlalu panas.
    • Letakkan beg biohazard autoklaf yang disejukkan ke dalam kotak sampah perubatan terkawal. Cecair berjangkit autoklaf boleh dibuang ke saluran pembuangan.

    Teknik yang Digunakan dalam Budaya Tisu Tanaman (Dengan Rajah)

    Artikel yang disebutkan di bawah memberikan garis besar teknik yang digunakan dalam kultur tisu tumbuhan.

    Beberapa teknik adalah: (1) Penyediaan Medium Budaya (2) Prosedur Sterilisasi (3) Penyediaan Tanaman Aseptik (4) Teknik Aseptik dan (5) Pengeraman Budaya.

    Beberapa teknik telah digunakan untuk kultur sel, tisu dan organ tumbuhan in vitro. Antaranya beberapa teknik umum yang pada dasarnya diikuti dalam semua eksperimen.

    Teknologi Ambarang kemas:

    Penyediaan medium nutrien, pensterilan, manipulasi aseptik, pemeliharaan budaya adalah teknik umum.

    Teknik # 1. Penyediaan Medium Budaya:

    Sel, tisu dan organ tumbuhan in vivo mendapat keperluan nutrien dan pertumbuhan yang sesuai dari badan tumbuhan yang utuh untuk pertumbuhan dan perkembangannya yang teratur. Sel, tisu dan organ terpencil juga memerlukan nutrien untuk pertumbuhan dan perkembangan in vitro mereka. Jadi, nutrien dibekalkan secara buatan mengikut medium yang dirumuskan oleh beberapa pekerja. Objektif utama penyediaan medium adalah membiakkan sel, tisu dan organ in vitro.

    Media harus disediakan dengan berhati-hati dan prosedur berikut disyorkan.

    Untuk menjadikan 1 liter medium MS:

    (i) Larutkan 30gms gula tebu dalam 200 ml DDH2O. Campurkan arang aktif 1-2gms dan tapis melalui kertas turas, pasangkan di dalam corong Buchner yang dipasang pada labu kerucut khas dengan lampiran lengan sisi kecil. Penapisan dilakukan dengan menggunakan penyedut pam.

    (ii) Ambil DDH2O dalam termos lain dan tambahkan secara berurutan jumlah larutan stok yang sesuai seperti berikut—

    Kepekatan auxin dan / atau sitokinin yang diinginkan ditambahkan dari larutan stok mengikut formula:

    Kepekatan yang dikehendaki / Kepekatan stok

    = jumlah (ml) larutan stok yang akan diambil untuk satu liter medium.

    Sekiranya kuantiti medium kurang dari satu liter, maka hormon ditambahkan menggunakan formula lain—

    Kepekatan yang diperlukan X Isipadu medium / Kepekatan stok X1, 000

    = jumlah (ml) larutan stok yang akan ditambah.

    (iii) Tuangkan larutan sukrosa yang disaring dan garam, vitamin, asid amino, campuran larutan hormon ke dalam satu silinder penyukat satu liter. Jadikan isipadu akhir menjadi satu liter dengan DDH2O. Goncangkan hingga sebati.

    (iv) Laraskan pH medium cecair 5.6-5.8 dengan bantuan 0.1 (N) HCl atau 0.1 (N) NaOH. Operasi ini dilakukan dengan menggunakan meter pH.

    (v) Tambahkan 5% hingga 8% agar ke medium cecair untuk menjadikan medium pejal. Panaskan hingga 60 ° C untuk melarutkan agar sepenuhnya. Jika tidak, tanpa menambahkan agar, medium cecair boleh digunakan untuk kultur.

    (vi) Buangkan medium kultur ke dalam tabung kultur (20 ml / tiub) atau kelalang kon lebar mulut (25-40 ml / termos). Masukkan palam kapas yang tidak menyerap yang dibalut dengan kain pengukur. Tutup palam dengan bantuan kertas coklat dan gelang getah.

    (vii) Medium akhirnya disterilkan dengan autoklaf.

    Teknik # 2. Prosedur Pensterilan:

    Medium kultur, terutama apabila mengandungi gula, juga akan menyokong pertumbuhan mikro-organisma seperti bakteria, kulat dll. Oleh itu, jika mereka bersentuhan dengan medium sama ada dalam bentuk selular atau dalam bentuk spora, mikro-organisma tumbuh lebih cepat daripada tisu tumbuhan lebih tinggi kerana kitaran hidupnya yang singkat dan akan membunuh tisu tersebut. Mikro-organisma mungkin berasal dari botol kaca, instrumen, medium nutrien yang digunakan untuk kultur dan bahkan dari bahan tumbuhan itu sendiri. Oleh itu, permukaan tisu tumbuhan dan semua benda yang tidak hidup termasuk medium nutrien harus disterilkan.

    (i) Pensterilan Artikel bukan hidup:

    Prosedur pensterilan rutin artikel bukan hidup seperti medium nutrien, barang kaca, air suling, instrumen (dibungkus dengan kertas coklat) adalah dengan autoklaf di bawah stim pada tekanan 15 lb / in 2 dan suhu 120 ° C untuk 15 minit.

    Sebatian termolabile sering ditambahkan dalam medium dan medium tersebut disterilkan sama ada pada suhu bilik atau sejuk dengan melewati penapis bakteria.

    Kaedah alternatif untuk mensterilkan barang dan instrumen kaca adalah dengan memanaskan dalam oven pada suhu 150 ° C selama 3-4 jam.

    Perlu diperhatikan bahawa apabila botol kaca penutup skru autoklaf, berhati-hati harus memastikan penutupnya tidak ditutup terlalu rapat sehingga gas dapat mengembang tanpa risiko letupan.

    (ii) Pensterilan Bahan Tumbuhan:

    Bahan tanaman yang hendak dikultur, harus disterilkan permukaan untuk menghilangkan mikroorganisma yang ditularkan di permukaan. Prosedur ini dilakukan di hadapan aliran udara laminar atau di dalam ruang inokulasi sebelum bahan tanaman diinokulasi ke media kultur (Gambar 1.10).

    (1) Bahan tanaman yang dicuci dengan teliti atau bekas tanaman di air paip direndam dalam larutan 5% v / v larutan pencuci cair seperti & # 8216Teepol & # 8217 selama 10-15 minit. Kemudian basuh bahan tersebut dengan teliti di air paip dan akhirnya di air suling. Langkah ini boleh dilakukan di makmal am. Langkah seterusnya dilakukan di hadapan aliran udara laminar atau ruang inokulasi pra-disterilkan.

    (2) Celupkan eksplan dalam etil alkohol 70% selama 60 saat.

    (3) Segera pindahkan bahan ke dalam botol rahang autoklaf dan tuangkan 0,1% klorida merkuri (HgCl2) 5-10% Larutan natrium hipoklorit (v / v). Simpan selama 10- 15 minit. Dalam tempoh tersebut, botol sering dipusingkan untuk digoncang sehingga semua permukaan bahan tanaman bersentuhan dengan steril.

    (4) Setelah 10-15 minit, bongkar steril dan cuci eksplan dengan bersih dengan beberapa perubahan air suling autoklaf untuk menghilangkan semua bekas steril.

    (5) Kemudian eksplan siap untuk budaya.

    Teknik # 3. Penyediaan Tanaman Aseptik:

    Pensterilan permukaan tisu tumbuhan boleh menyebabkan kesan buruk kerana kebanyakan steril adalah bahan kimia beracun. Benih lebih kurang dapat menahan kesan buruk tersebut kerana adanya lapisan benihnya. Oleh itu, untuk mengelakkan pensterilan permukaan tisu tumbuhan, benih disterilkan permukaan dan dikultur menggunakan medium nutrien basal sederhana.

    Benih dalam kultur bercambah dan menimbulkan anak benih aseptik. Eksplan dari benih seperti itu yang ditanam dalam keadaan aseptik dan terkawal adalah bahan yang paling sesuai untuk kultur dan tidak memerlukan pensterilan permukaan lebih lanjut.

    (1) Basuh biji kering dengan air keran (Gambar 1.11).

    (2) Celupkan biji dalam larutan Teepol 5% (v / v) selama 10-15 minit. Toskan larutan Teepol dan basuh benih sekali lagi dengan air paip dan akhirnya dengan air suling.

    (3) Bilas biji dengan etil alkohol 70% selama 1 minit.

    (4) Di hadapan aliran udara laminar, pindahkan biji ke dalam botol autoklaf dan tuangkan 0,1% HgCl2 larutan (w / v) sehingga benih direndam. Biarkan selama 10-15 minit. Kacau botol dengan kerap.

    (5) Tumiskan steril dan basuh 3-4 kali dengan air suling autoklaf.

    (6) Pindahkan biji dari botol ke petridish autoklaf dengan bantuan forceps steril.

    (7) Buka penutup botol kultur yang mengandungi medium nutrien basal. Nyalakan leher botol kultur dan secara berturut-turut memindahkan beberapa biji ke medium. Ganti penutup.

    (8) Inkubasi biji dalam kegelapan berterusan pada suhu bilik atau pada suhu 25-28 ° C.

    Teknik # 4. Teknik Aseptik:

    Langkah berjaga-jaga mesti diambil untuk mengelakkan kemasukan mikroorganisma pada masa memindahkan eksplan yang disterilkan permukaan pada medium nutrien (inokulasi) menggunakan instrumen yang disterilkan. Atas sebab ini, manipulasi dan pemindahan sebaiknya dilakukan dalam keadaan aseptik. Bermula dari pensterilan permukaan hingga inokulasi, semua operasi harus dilakukan secara aseptik.

    Prosedur khas teknik aseptik diberikan di bawah:

    (1) Letakkan semua barang yang disterilkan (media, instrumen, barang kaca dll) untuk inokulasi pada rak kaca ruang inokulasi. Sebagai alternatif, jika aliran udara laminar tersedia, simpan semua artikel di atas meja kabinet aliran udara. Aliran udara lamina meniup udara bebas bakteria ke atas permukaan kerja.

    (2) Pasang suis lampu UV ruang inokulasi selama satu jam sebelum bekerja. Sekiranya aliran udara laminar, suis kuasa dihidupkan dan membolehkan aliran udara meniup udara sekurang-kurangnya 15 minit sebelum bekerja.

    (3) Padamkan lampu UV sebelum masuk ke dalam ruang inokulasi. Jangan menangguhkan aliran udara lamina. Bahagian atas meja kaca ruang inokulasi atau meja aliran udara lamina disapu dengan alkohol sebelum memulakan kerja.

    (4) Pakai apron bersih dan gunakan topeng. Bersihkan tangan dengan alkohol dan keringkan.

    (5) Tuangkan alkohol ke dalam balang gandingan bersih dan celupkan semua instrumen ke dalamnya. Nyalakan lampu semangat. Ambil permukaan tanaman yang disterilkan atau aseptik ke dalam piring petri steril.

    (6) Nyalakan leher tabung atau termos dan berturut-turut melepaskan plag botol kaca. Pindahkan tisu ke medium dan ganti penutupnya. Setiap kali, alat-alat itu disalurkan melalui api lampu roh.

    (1) Sentiasa menjauhkan tangan yang dibasahi alkohol dari lampu roh. Oleh itu, keringkan alkohol terlebih dahulu.

    (2) Pendedahan kepada cahaya UV meningkatkan kepekatan gas Ozon (toksik) yang tinggi di dalam ruang tertutup. Oleh itu, sihat memasuki bilik hanya 15-30 minit setelah mematikan lampu UV.

    (3) Jangan mencelupkan alat panas dalam alkohol dan jangan gunakan alat panas untuk memotong atau memegang bahan tanaman.

    (4) Bekerja dengan teliti dan cuba memastikan media dan tisu tumbuhan terkena bahan tanaman.

    (5) Jangan memanaskan leher botol kaca secara berlebihan.

    Teknik # 5. Inkubasi Budaya:

    Suhu tinggi cenderung menyebabkan pemisahan medium kultur dan kerosakan tisu sedangkan pada suhu yang sangat rendah pertumbuhan tisu lambat. Sekali lagi beberapa tisu tumbuh dengan baik dalam gelap sementara yang lain memerlukan keadaan cahaya dan gelap. Kelembapan yang rendah menyebabkan pengeringan medium kultur cepat dan kelembapan yang tinggi adalah baik untuk pencemaran medium kultur. Oleh itu, budaya diinkubasi di ruang budaya di mana cahaya, suhu dan kelembapan dikendalikan.

    (1) Setelah menginokulasi tisu ke media kultur, kultur diinkubasi pada rak kultur pada suhu tetap 25-28 ° C.

    (2) Tiub kultur diletakkan pada posisi condong 30-45 °. Untuk tujuan ini tongkat kayu panjang atau penutup kertas kosong lampu pendarfluor diletakkan di tengah rak kultur dan letakkan hujung tiub kultur yang terpasang pada penyokong.

    (3) Pencahayaan disediakan oleh cahaya pendarfluor putih sejuk yang terletak sekitar 18 inci di atas kultur untuk memberi intensiti cahaya 4 & # 8211 10 x 10 3 lux selama 16 jam.

    (4) Jika cahaya tidak diperlukan, padamkan lampu dan tutup seluruh rak dengan kain hitam.


    Fermentasi sukrosa oleh Saccharomyces cerevisiae kekurangan pengangkutan heksosa

    Sukrosa adalah sumber karbon utama yang digunakan oleh Saccharomyces cerevisiae semasa pengeluaran ragi roti, bahan bakar etanol dan beberapa minuman suling. Umumnya diterima bahawa fermentasi sukrosa melalui hidrolisis ekstraselular gula, dimediasi oleh invertase periplasma, menghasilkan glukosa dan fruktosa yang diangkut ke dalam sel dan dimetabolismekan. Dalam karya ini, kami menganalisis sumbangan untuk fermentasi sukrosa dari jalur penggunaan sukrosa yang kurang baik oleh sel S. cerevisiae, pengangkutan aktif gula melalui membran plasma dan hidrolisis intraselularnya. Ketegangan ragi yang tidak mempunyai pengangkut heksosa utama (hxt1-hxt7 dan gal2) tidak mampu tumbuh atau menetap glukosa atau fruktosa. Hasil kajian kami menunjukkan bahawa ketegangan hxt-null ini masih mampu memfermentasi sukrosa kerana pengambilan gula ke dalam sel secara langsung. Penghapusan gen AGT1, yang mengekodkan simportor sukrosa-H (+) afinitas tinggi, menjadikan sel tidak mampu melakukan fermentasi sukrosa. Oleh kerana sukrosa bukanlah pemicu permease, ekspresi AGT1 mestilah bersifat konstitutif untuk memungkinkan pertumbuhan ketegangan hxt-null pada sukrosa. Pencirian molekul pengangkutan sukrosa aktif dan penapaian oleh sel S. cerevisiae membuka peluang baru untuk mengoptimumkan ragi untuk proses industri berasaskan tebu.


    Adakah penyelesaian sukrosa autoklaf diperlukan? - Biologi

    Oleh kerana permintaan meningkat, stok mungkin terhad. Pesanan akan disahkan apabila pengesahan dihantar.

    (800) 922-7558

    Pembungkusan Gelas, Bekalan, Bekas & amp Pembungkusan

    • Beg
    • Bikar
    • Botol & balang
    • Tutup / Penutup / Tudung
    • Produk Penapisan
    • Kelalang
    • Silinder Lulus
    • Kendi
    • Bekalan Makmal
    • Bekas Logam
    • Pail & Carboy
    • Bekas Kertas / Serat
    • Paip
    • Kacau Batang
    • Dispenser jarum suntik
    • Botol & Tiub
    • Produk Analisis Air & Air Sisa
    • Timbang & Kertas
    • Komitmen untuk Kecemerlangan
    • Soalan Lazim
    • Industri Berkhidmat
    • Produk Yang Ditawarkan
    • Qorpak dalam Berita
    • Kualiti dan Kecemerlangan Operasi
    • Sumber & Perolehan
    • Perkhidmatan Nilai Tambah
    • Mengenai Pembungkusan Berlin
    • Kalkulator Penukaran
    • Pautan Industri
    • Maklumat Teknikal Produk
    • Artikel Teknikal
    • Kertas putih
    • Cari Perunding Pembungkusan Anda
    • Pameran Perdagangan dan Acara Akan Datang
    • Kerjaya di Qorpak

    Adakah penyelesaian sukrosa autoklaf diperlukan? - Biologi

    Tiub dialisis boleh diserap oleh air tetapi bukan zat terlarut lain. Kami menetapkan untuk menentukan kepekatan dua larutan sukrosa yang tidak diketahui dengan meletakkan masing-masing yang tidak diketahui dalam tabung dialisis dan kemudian merendam tabung dalam larutan sukrosa standard yang terpisah, yang memungkinkan osmosis membawa konsentrasi ke keseimbangan. Dengan menggunakan pengukuran massa sukrosa dan kepekatan awal standard yang diketahui, pertama-tama kami mengira jisim keseimbangan sukrosa, kepekatan dan kemudian kepekatan awal yang tidak diketahui. Kami mendapati bahawa kedua-dua penyelesaian itu hipertonik dengan standard 1% kami. Penyelesaian A mengandungi 1.09% sukrosa dan larutan B mengandungi 1.06% sukrosa.

    Osmosis adalah penyebaran air melintasi membran yang telap selektif. Dalam proses biologi ini, air secara semula jadi tersebar di membran separa telap dari kawasan dengan kepekatan zat terlarut rendah ke kawasan dengan zat terlarut tinggi sehingga kepekatannya menjadi sama. Osmosis berlaku tanpa mengira larutan dalam setiap larutan, satu-satunya perkara yang penting ialah kepekatan relatifnya (Allaby, 2007). Proses osmotik sangat penting bagi organisma hidup kerana mengekalkan keseimbangan air antara sel dan persekitarannya. Membran sel yang telap selektif mengatur kepekatan antara sel dan ekstraselular melalui osmosis (Whitmire, 2009).

    Di makmal, tabung dialisis dapat mensimulasikan proses osmosis merentasi membran sel. Seperti membran sel, tiub dialisis, yang biasanya terbuat dari selulosa regenerasi, separa telap, memungkinkan molekul yang lebih kecil melintang sementara menyekat yang lebih besar. Penyelesaian boleh dimasukkan ke dalam tiub dengan mengikat satu hujung tiub, menuangkan larutan ke dalam tiub dan mengikat simpul untuk menutup ujung tubing yang lain. Beg itu kemudian boleh digantung di dalam air untuk memisahkan garam atau sebatian lain dengan berat molekul rendah (Gorin, 2009).

    Eksperimen ini menggunakan tabung dialisis untuk melakukan osmosis antara larutan kepekatan yang diketahui dan dua larutan kepekatan yang tidak diketahui. Semasa melakukan ini, kami menemui kepekatan penyelesaian yang tidak diketahui. Setelah kami membiarkan osmosis berlaku, kami mengukur perubahan jisim larutan sekarang bahawa mereka berada dalam keseimbangan. Mengetahui jisim zat terlarut yang dilarutkan dalam piawai, suatu bahagian dibentuk untuk menentukan jisim zat terlarut dalam yang tidak diketahui (dalam tabung dialisis), kerana hanya air yang tidak dapat menembusi dinding tiub. Dengan menggunakan jisim ini dan maklumat mengenai perubahan massa kedua larutan semasa osmosis (pergerakan air), kepekatan zat terlarut awal larutan yang tidak diketahui dikira.

    Kami mengumpulkan dua bikar 150mL dan mencatat jisimnya, kemudian membuat 100g sukrosa 1% dengan larutan standard jisim di setiap bikar dengan menambahkan 1g sukrosa dan 99g air dan mencampurkan. Kemudian, kami mengumpulkan dua panjang tiub dialisis sepanjang 4 inci, mencatat jisimnya dan kemudian merendamnya di dalam air untuk memudahkan pembukaannya kemudian.

    Setelah dua keping tiub dialisis basah, kami membukanya dan mengikat satu hujung untuk membentuk beg. Dalam satu tabung kami meletakkan 10 mL A yang tidak diketahui, dan menggunakan skala yang disifatkan kepada jisim silinder bergraduat untuk mengukur jisim dan isipadu A. yang tidak diketahui. Kami mengulangi proses ini untuk B yang tidak diketahui, menghasilkan dua beg dialisis dengan 10 mL B yang tidak diketahui penyelesaian dalam setiap. Kemudian, kami mengikat hujung tiub yang lain, membuat dua beg tertutup yang mengandungi penyelesaian yang tidak diketahui.

    Seterusnya, kami meletakkan satu beg di setiap bikar, memastikannya tetap berlabel dan terpisah, dan menunggu osmosis membawa penyelesaian ke keseimbangan. Kerana kekangan masa, kami hanya dapat membiarkan tiub duduk di dalam bikar hanya kurang dari sepuluh minit. Selepas waktu ini, kami mengeluarkan dua beg dialisis dan mengurutkan bikar dan larutan yang terdapat di dalam beg itu sekali lagi. Selepas itu, kami mengetahui jisim larutan yang tersisa di dalam bikar dengan mengurangkan jisim bikar dari jumlah jisim bikar dan larutan selepas osmosis.

    Dengan menggunakan maklumat ini, kami kemudian mengira perubahan jisim untuk setiap bikar dengan mengurangkan jisim larutan akhir dan larutan standard awal di dalam bikar. Mengetahui bahawa hanya 1g sukrosa di setiap bikar, kami mengira kepekatan dalam tiub dan bikar pada keseimbangan. Seterusnya, kami menambahkan kebalikan dari perubahan jisim bikar ke jisim awal larutan dalam tiub untuk menentukan jisim akhir larutan dalam tabung dialisis. Mengetahui jisim kedua larutan dan jisim sukrosa dalam satu, kami menetapkan sebilangan besar dan menyelesaikan jisim sukrosa dalam tabung dialisis. Akibat tabung tidak kedap terhadap sukrosa, nilai yang diperoleh adalah jisim sukrosa yang terkandung dalam larutan awal yang tidak diketahui. Akhirnya, kami menggunakan jisim ini dan jisim awal larutan tidak diketahui ditambahkan untuk menentukan kepekatan awal sukrosa untuk setiap larutan yang tidak diketahui (A dan B).

    Jadual 1. Jadual ini menunjukkan pengukuran awal bahan yang digunakan untuk ujian. Penting untuk diperhatikan bahawa pengukuran tidak sepenuhnya tepat dan bahawa dua dari setiap item yang digunakan tidak selalu mempunyai jisim yang sama, menjadikannya penting untuk membuat jisim setiap objek secara individu.

    Jadual 2 . Maklumat dalam jadual ini sangat pasti untuk hasil kami. Sebilangan besar data berasal dari banyak pengiraan tetapi maklumat asas dapat diperoleh dari bahagian kaedah.

    Jisim Larutan dalam Tubisis Dialisis

    Jisim peratus Sukrosa dalam Penyelesaian Awal

    Kami mendapati bahawa peratus massa Unknown A dan Unknown B masing-masing 1.09% dan 1.06%. Kami menggunakan perkadaran antara penyelesaian yang telah diketahui dan penyelesaian yang tidak diketahui: 1 g sukrosa / 99.37 g air = x g sukrosa / 10.59 g air. Kemudian, kami menyelesaikan x dan mendapati jisim sukrosa dalam larutan, iaitu 0.107 g. Untuk mencari peratus jisim, kami mengambil jisim sukrosa dalam larutan 0.107 g dan membahagikannya dengan jisim larutan 10 g tolak jisim sukrosa 0.107 g. Hasilnya adalah 1.09%. Setelah melakukan perkara yang sama untuk Unknown B, kami mendapat 1.06% sukrosa untuk jisim peratus awal.

    Hasil kumpulan kami secara amnya sesuai dengan prinsip asas osmosis dan kami mendapati bahawa kedua-dua penyelesaian itu hipertonik terhadap penyelesaian kawalan 1% kami. Hasil daripada kedua-dua penyelesaian kami adalah hipertonik kepada penyelesaian kawalan 1% kami, kami dapat memahami bahawa kepekatan zat terlarut mereka harus lebih besar daripada 1%. Juga, seseorang dapat menyimpulkan bahawa secara proporsional, semakin besar nilai persen melebihi 1%, semakin besar jisim air yang mesti bergerak melalui membran separa telap beg dialisis untuk mewujudkan keseimbangan antara dua kepekatan (buat dua kepekatan, di dalam tiub dan larutan standard 1% di sekitar bikar sama). Oleh kerana tiub dialisis hanya telap ke air dan tidak ke sukrosa, definisi osmosis meramalkan bahawa pergerakan air yang lebih besar melintasi tiub dialisis bermaksud bahawa kecerunan kepekatan yang lebih besar wujud pada mulanya antara larutan standard 1% dan larutan yang diukur atau tidak diketahui ( A atau B) yang diuji (Campbell 2005). Sekiranya standard 1% kami betul dan kepekatan larutan A pada asalnya lebih besar daripada kepekatan larutan B maka hasil makmal kami adalah benar menunjukkan bahawa A mempunyai pergerakan air yang lebih besar daripada kedua-dua larutan standard 1% dan sampel B, bermaksud formula kepekatan yang digunakan dalam bahagian hasil di atas dapat digunakan untuk mengira kepekatan larutan A. Hasilnya menyokong perkadaran ini yang ternyata sukrosa 1,09% dalam larutan A dan 0,63 g air dipindahkan dan dalam larutan B, 1,06% kepekatan sukrosa dan 0.48 g air dipindahkan.

    Kesimpulannya, hasil kami kelihatan realistik dalam hubungan dengan standard larutan sukrosa 1% kami. Hasil kajian kami menunjukkan bahawa kedua-dua larutan yang tidak diketahui (A dan B) adalah hipertonik kepada larutan sukrosa standard 1% dan jisim air yang lebih besar dipindahkan untuk mewujudkan keseimbangan pada kedua larutan yang tidak diketahui daripada larutan sukrosa standard 1%. Untuk membantu meningkatkan eksperimen ini di masa hadapan, adalah bermanfaat untuk mempunyai satu atau lebih penyelesaian kepekatan sukrosa tertentu yang diketahui untuk menguji piawaian, bukan hanya menguji penyelesaian A dan B secara langsung terhadap standard. Mungkin penyelesaian 0.5%, 0.8% dan 1.2% dapat diuji terhadap standard 1% untuk mengesahkan standard dan menghasilkan asas yang lebih konkrit dan boleh dipercayai untuk perbandingan penyelesaian A dan B. yang tidak diketahui. Sayangnya, tanpa kawalan tambahan ini agak sukar untuk mendiagnosis masalah dengan makmal ini. Namun, terdapat banyak titik di makmal yang boleh menyebabkan hasil yang tidak tepat. Satu masalah boleh dibentuk jika kita tidak membersihkan keseimbangan dengan baik sebelum memusatkannya atau kita kurang tepat bagaimana penyelesaian standard dibuat dan ternyata tidak sama dengan 1%. Selanjutnya, hasil akhir kami menangani perbezaan jisim air dan kepekatan sukrosa peratus yang tepat hingga tanda keseratus, menjadikan ralat terkecil sekalipun penting dalam penafsiran terakhir kami mengenai keputusan tersebut. These minute differences could have been exaggerated better if we had more than 10 minutes for the dialysis tubing to sit in the beakers allowing osmosis to occur and more care was given in making sure the dialysis tubes dried out completely before they were massed by the electronic balance. Also, if any of the solute of the standard solution or any of the other solutions spilled during any part of the lab, our group’s results would be negatively affected. A final possibility is that if we inaccurately solved any of the concentration equations or other calculations, our results could have suffered. However, generally speaking, our results in this lab demonstrated the expected principle of osmosis and we could deduce distinct concentrations of the unknown solutions from this data making the lab a successful one even if our results showed concentrations that were a little off from the exact concentrations of the unknown solutions.
    Sastera Dipetik

    Allaby, M. (2007). Osmosis. Encyclopedia of Weather and Climate, Revised Edition. Retrieved February 16, 2009, from Facts On File database.

    Campbell, Neil and Reece, Jane. Biology 7 th Edition. San Francisco: Pearson Education, Inc, 2005.


    Tonton videonya: Prosedur penggunaan Autoclave (Disember 2021).